La Fotorrespiración: Un mecanismo de protección para la fotosíntesis en condiciones de estrés ambiental

José A. Hernández Cortés (Grupo de Biotecnología de Frutales, CEBAS-CSIC, Murcia)

La RUBISCO (Ribulosa 1,5-bisfosfato Carboxilasa-Oxigenasa) tiene la capacidad de catalizar tanto la carboxilación (ciclo de Calvin-Benson) como la oxigenación de la Ribulosa 1,5-bifosfato (Miziorko y Lorimer 1983). Mientras que la carboxilación de la Ribulosa 1,5-bifosfato da lugar a dos moléculas de 3-fosfoglicerato, la oxigenación produce una molécula de 3-fosfoglicerato y otra de 2-fosfoglicerato. Este proceso de oxigenación de la Ribulosa 1,5 bifosfato se continúa con una serie de reacciones enzimáticas que tienen lugar en tres compartimentos celulares: cloroplastos, peroxisomas y mitocondrias. Por eso no es raro ver a estos tres orgánulos muy próximos el uno del otro en una célula vegetal en hojas (Fig 1). A este conjunto de reacciones se le conoce con el nombre de fotorrrespiración (o ciclo fotosintético C2 de oxidación del carbono) y ocurre fundamentalmente en las plantas denominadas C3 (Ogren 1984).

Fig. 1. Micrografía mostrando la cercanía de cloroplastos (C), peroxisomas (P) y mitocondrias (M) en una célula vegetal de una planta C3. Micrografía tomada en cooperación con el Dr. Enrique Olmos (CEBAS-CSIC)

 

¿Qué funciones tiene la Fotorrespiración

El valor adaptativo de la fotorrespiración todavía es materia de debate para muchos fisiólogos vegetales. La fotorrespiración funciona al mismo tiempo que el Ciclo de Calvin-Benson y contribuye a un amplio rango de procesos en el cloroplasto, desde bio-energéticos hasta del metabolismo del C y de asimilación de N. Por ejemplo, el fosfoglicerato se incorpora directamente al Ciclo de Calvin-Benson, mientras que el fosfoglicolato se hidroliza para producir glicolato, que es metabolizado en mitocondrias y en peroxisomas. En el peroxisoma el glicolato se transforma en glicina, que posteriormente es descarboxilada en la mitocondria para producir serina, NH4⁺ y NADH:

 

El NH₄⁺ difunde hasta el cloroplasto donde se asimila para formar glutamina (a partir de glutamato), mientras que el NADH puede ser oxidado en la cadena de transporte electrónico de la mitocondria. La serina puede difundir al peroxisoma donde es convertida en glicerato, el cual pasa al cloroplasto para ser fosforilado y formar 3-fosfoglicerato que de nuevo entra en el ciclo de Calvin-Benson.

Como funciones más reconocidas para esta ruta cabe destacar:

1.- Se recupera carbono que podría perderse en forma de 2-fosfoglicerato al principio de la ruta. La fotorrespiración recupera un 75% del carbono perdido como glicerato que de nuevo puede entrar al Ciclo de Calvin-Benson. Es decir, 2 moléculas de 2-fosfoglicerato (4 C) que se pierden en la oxigenación de la Rubisco se transforman en una molécula de 3-fosfoglicerato (3 C). Esta conversión requiere la hidrólisis de una molécula de ATP. Además, la descarboxilación de la glicina en la mitocondria libera una molécula de CO₂ que podría llegar al cloroplasto y ser fijada por la Rubisco y entrar en el Ciclo de Calvin.

2.- Otra función atribuida a la fotorrespiración es minimizar la foto-inhibición del aparato fotosintético causado por un exceso de poder reductor formado en el cloroplasto en condiciones de estrés ambiental (alta intensidad luminosa, elevada temperatura, déficit hídrico, salinidad, etc…). Cuando los aceptores electrónicos están saturados, el aparato fotosintético usa sustratos alternativos para eliminar el exceso de poder reductor generado por el flujo electrónico. La fotosíntesis en estas condiciones puede dar lugar a la generación de especies reactivas del oxígeno (ROS) que pueden ocasionar daños oxidativos al cloroplasto y a la célula. La fotorrespiración consume  O₂ y ATP en el cloroplasto evitando su acumulación. El consumo de O₂ en el cloroplasto minimiza su uso como aceptor de electrones en el PSI (reacción de Mehler) o que interaccione con moléculas de clorofila excitadas. Esto minimiza la formación de ROS.

3.- En el estroma del cloroplasto, la glutamina sintetasa y la glutamato sintasa dependiente de ferredoxina (GOGAT) usan el NH₄⁺ y el 2-oxoglutarato, para recuperar el N inicialmente perdido con el glutamato exportado desde el cloroplasto al peroxisoma. En estas reacciones se produce 2 moléculas de Ferredoxina oxidada (Fdox) y dos de ADP, que son empleadas como aceptores electrónicos en la cadena de transporte fotosintético.

En este sentido, la fotorrespiración disipa el exceso de equivalentes reducidos previniendo la sobre-reducción de la cadena de transporte fotosintético.

Cuando se produce un descenso en la relación CO₂/O₂ intracelular debido al cierre estomático, que se produce en respuesta a estrés hídrico o salino, se suele incrementar el flujo a través de la fotorrespiración.

Fig. 2.- La Fotorrespiración previene la sobre-reducción de la cadena de transporte electrónico en el cloroplasto. La ruta recupera el 75% del C perdido al principio en forma de fosfoglicolato. Además regenera aceptores electrónicos en la cadena de transporte fotosintético (Fdox y ADP) (Imagen tomada de Taiz y Zeiger 2006).

Producción de H₂O₂ por la Fotorrespiración

En plantas C3 crecidas en condiciones que favorecen una elevada tasa de oxigenación de la Rubisco, tal como un día muy soleado, un estrés hídrico o salino, la ruta fotorrespiratoria es probablemente el proceso más importante y rápido en generar H₂O₂.

El H₂O₂ se forma en el peroxisoma durante la oxidación del glicolato a glioxilato por la enzima glicolato oxidasa. En esta situación, la enzima catalasa es crucial para eliminar el H₂O₂ generado en la fotorrespiración.

La importancia de la catalasa para realizar esta función se ha demostrado con plantas mutantes que presentan baja actividad catalasa o empleando la tecnología antisentido (plantas transformadas con un gen que codifica para la catalasa pero insertado a la inversa provocando así la ausencia del correspondiente mRNA, por lo que no se sintetiza la proteína). Además, se ha demostrado que la catalasa es importantísima para mantener el balance redox celular en condiciones de estrés oxidativo (alta intensidad luminosa, salinidad, ozono etc…) (Willekens et al. 1997).

Aunque los peroxisomas contienen todos los componentes del ciclo ascorbato-glutatión (ASC-GSH) (Jiménez et al., 1997) no es capaz de eliminar la gran cantidad de H₂O₂ generado en el peroxisoma cuando hay un alto flujo fotorrespiratorio. Sin embargo, una de las funciones atribuidas al ciclo ASC-GSH en el peroxisoma es eliminar el H₂O₂ que podría difundir por la membrana del peroxisoma y evitar un estrés oxidativo en el citosol (Jiménez et al., 1997, 1998).

La catalasa es un hemoproteína con una alta actividad pero con una baja afinidad (alta Km) por el H₂O₂. Actúa con altas concentraciones de H₂O₂, mientras que la APX posee una alta afinidad (baja Km), por lo que es muy activa con bajos niveles de H₂O₂, actuando en la regulación fina de los niveles intracelulares de H₂O₂. Esto quiere decir que la eliminación de H₂O₂ por la catalasa requiere altas concentraciones de esta enzima, mientras que la eliminación por APX requiere menos niveles de enzima. Los altos niveles de enzima catalasa requeridos para esta función se reflejan en los grandes cristales de catalasa que se pueden observar en fotografías de peroxisomas tomadas con microscopio electrónico (Fig 3).

Fig 3. Micrografía mostrando los tres orgánulos implicados en la fotorrespiración, donde se aprecia la localización de la catalasa en la matriz del peroxisoma como una inclusión de forma cuadrada. Imagen sacada del libro “Plant Peroxisomes” (Huang et al, 1983). C, cloroplasto, m , mitocondria, P, peroxisoma).

 

La generación de H₂O₂ en la fotorrespiración puede incluso ser mayor que el generado en la reacción de Mehler-peroxidasa (Foyer y Noctor 2003) (ver también https://antioxidantsgroup.wordpress.com/2015/10/06/funcion-del-ascorbato-en-la-proteccion-de-la-fotosintesis-i-la-reaccion-de-mehler-y-el-ciclo-agua-agua/).

Existe una fuerte correlación entre  los niveles de actividad catalasa y la tasa fotosintética. La inhibición de la actividad catalasa con el inhibidor aminotriazol hace disminuir la tasa de asimilación de CO₂ (Amory et al., 1992). Esto podría ser debido a que el H₂O₂ es un inhibidor de enzimas que están reguladas por el sistema tiorredoxina como ocurre con algunas enzimas del Ciclo de Calvin-Benson (Gliceraldehido-3-fosfato deshidrogenasa, Fructosa-1,6-bisfosfatasa, Sedoheptulosa-1,7-bisfosfatasa, Fosforibuloquinasa….) (Jacquot et al (1993).

La inhibición de la actividad catalasa puede producirse en condiciones de estrés que afecten a la síntesis de proteínas (salinidad, estrés hídrico, altas y bajas temperaturas etc….) (Vock y Feierabend 1989). Esto tendría un efecto inmediato de acumulación de H₂O₂ en el peroxisoma, que podría difundir a través de la membrana de este orgánulo y afectar a otros compartimentos celulares.

Conclusiones

Como hemos comentado anteriormente, las funciones adscritas a la fotorrespiración sigue siendo un tema de debate. Cuando se describió este conjunto de reacciones no se le pudo asignar ninguna función útil a la fotorrespiración por diferentes motivos (ver Figura 4):

1.- Se pierde ribulosa-1,5-bisfosfato para el ciclo de Calvin-Benson

2.-La fijación de CO₂ se invierte: se consume O₂ y se libera CO₂ en presencia de luz (de ahí el  nombre de fotorrespiración).

3.-Sólo una parte del carbono se recicla

4.- Gasto de ATP de forma innecesaria.

Figura 4.- Flujo del carbono y del oxígeno en el ciclo de Calvin y en la fotorrespiración. (Imagen tomada de Taiz y Zeiger 2006).

 

Se consideró que la fotorrespiración era una ruta metabólica residual, ineficaz e incluso inútil. Era como si la fotorrespiración deshiciera lo realizado por la fotosíntesis. Pero investigaciones posteriores pusieron de manifiesto que tanto la fotorrespiración como la fotoinhibición (interrupción controlada del PS II) son muy importantes para la regulación de la fotosíntesis. De hecho, mutantes incapaces de hacer fotorrespiración no son capaces de crecer en  condiciones ambientales normales, o la supresión del proceso por manipulación genética produce desequilibrios en la planta.

Por tanto, con el paso del tiempo diferentes investigaciones han ido atribuyendo a la fotorrespiración un efecto protector para el proceso de fotosíntesis. Por ejemplo, en situaciones donde la concentración del CO₂ es baja. Esta situación ocurre cuando las plantas están creciendo en condiciones de alta intensidad luminosa, cuando hay limitaciones hídricas, salinidad etc… En tales situaciones, un descenso en el proceso de asimilación de CO₂ no permitiría una regeneración de los aceptores de electrones en la cadena de transporte fotosintético, especialmente NADP⁺ y ADP, lo que favorecería la generación de ROS.  En estas condiciones, la fotorrespiración es un sumidero alternativo de energía o de poder reductor (Arellano y De la Rivas 2006). Consume, como hemos visto, O₂ y ATP en el cloroplasto evitando su acumulación. El consumo de O₂ en el cloroplasto minimiza su uso como aceptor de electrones en el PS I (reacción de Mehler; ver también https://cienciacebas.wordpress.com/2015/10/06/funcion-del-ascorbato-en-la-proteccion-de-la-fotosintesis-i-la-reaccion-de-mehler-y-el-ciclo-agua-agua/) o que interaccione con moléculas de clorofila excitadas. Esto minimiza la formación de ROS. Además, permite un flujo electrónico que favorece la recuperación de C para el Ciclo de Calvin-Benson y de aceptores electrónicos (Fdox y ADP).

Es cierto que la fotorrespiración reduce la eficiencia fotosintética (Arellano y De la Rivas 2006), pero ofrece a cambio un mecanismo de fotoprotección en condiciones adversas que opera junto a otros mecanismos de protección, como el ciclo agua-agua y el ciclo de las xantofilas (ver también https://antioxidantsgroup.wordpress.com/2015/10/06/funcion-del-ascorbato-en-la-proteccion-de-la-fotosintesis-i-la-reaccion-de-mehler-y-el-ciclo-agua-agua/ y https://antioxidantsgroup.wordpress.com/2015/10/13/funcion-del-ascorbato-en-la-proteccion-de-la-fotosintesis-ii-los-carotenoides-y-el-ciclo-de-las-xantofilas/).

En consequencia, la Rubisco, enzima sumidero de CO₂ o de O₂ garantiza un consumo de ATP y NADPH bien mediante el ciclo fotorreductor del carbono (ciclo de Calvin-Benson) o mediante el fotooxidativo (fotorrespiración) (Arellano y De las Rivas 2006).

 

Bibliografía

Arellano y De las Rivas (2006) Investigación y Ciencia Marzo, pp. 42-50.

Amory et al (1992) Plant Cell Environm 15: 655-663.

Foyer y Noctor (2003) Physiol Plant 119: 355-364.

Huang AHC, Trelease RN, Moore TS Jr (1983) Plant Peroxisomes. Academic Press Inc., New York

Jacquot et al (1993) New Phytol 136: 543-570.

Jiménez et al (1997) Plant Physiol 114: 275-284

Miziorko y Lorimer (1983) Ann. Rev. Biochem. 52:507-535.

Ogren (1984) Ann. Rev. Plant Physiol. 35:415-422.

Taiz y Zieger (2006) Fisiología Vegetal, tercera Edición. Servicio de Publicaciones de la Universidad Jaime I, Castellón (España).

Vock y Feierabend (1989) Plant Cell Environm 12:701-712.

Willekens et al (1997) EMBO J. 16 : 4806-4816.

José A. Hernández es Investigador Científico del Grupo de Biotecnología de Frutales (CEBAS-CSIC)

Presentación de la Tercera Edición del Proyecto IDIES: Investigación en Educación Secundaria

El pasado 15 de Octubre de 2015 se presentó la tercera edición del proyecto IDIES (I+D en Institutos de Enseñanza Secundaria) en el Salón de Actos del CEBAS-CSIC. El acto estuvo presidido por el Director del CEBAS-CSIC, el Profesor D. Juan José Alarcón, el Rector Magnífico de la Universidad de Murcia, el Profesor D. José Orihuela y por D. Francisco Javier López Torres (profesor del IES Domingo Valdivieso de Mazarrón), coordinador general del Proyecto IDIES. En la labor de coordinación también participan activamente D. Enrique Olmos Aranda (actual Vice-Director del CEBAS-CSIC), D. José A. Hernández (investigador Científico del CEBAS-CSIC) y Dñª Trinidad Cámara Meseguer (profesora el IES Juan Carlos I de Murcia).

Juan José Alarcón (Director del CEBAS) junto al Rector Magnífico de la Universidad de Murcia (D. José Orihuela) en el acto de presentación del proyecto IDIES.

D. Francisco Javier López Torres (Profesor del IES Domingo Valdivieso de Mazarrón), coordinador general del Proyecto IDIES

Este año se llevarán a cabo 16 proyectos de investigación y participarán 40 estudiantes de primero de Bachillerato de los IES Domingo Valdivieso (Mazarrón), Juan Carlos I (Murcia), Floridablanca (Murcia), Alcántara (Alcantarilla) y San Juan Bosco (Lorca). Como instituciones participantes figura el CEBAS-CSIC (9 proyectos) y la Universidad de Murcia (7 proyectos). A la finalización del curso escolar se celebrará un congreso donde los alumnos expondrán sus trabajos en forma de poster y oral.

LAS HORMONAS VEGETALES (Parte I)

José A. Hernández Cortés (Grupo de Biotecnología de Frutales, CEBAS-CSIC)

Las hormonas se definen como mensajeros químicos que coordinan las funciones celulares en organismos multicelulares. Los animales producen una gran variedad de hormonas, algunas de las cuales producen su efecto sobre un número pequeño de células y producen respuestas específicas. En contraste, las plantas producen un menor número de sustancias con carácter hormonal, afectan a todas las células produciendo respuestas más variadas. Además, la acumulación y el efecto de las hormonas vegetales está modulado por varios factores como el ambiente y por la actividad de otras hormonas vegetales.

En 1937, Frits Went y Kenneth Thimann, en su libro “Phytohormones” definieron hormona como una sustancia que siendo producida en una parte del organismo, es transferida a otra parte donde produce un efecto fisiológico específico, caracterizándose por la propiedad de servir como mensajeros químicos.

Algunos científicos indicaron que las diferencias entre la acción de una hormona en animales y en plantas es muy grande para usar el mismo término. Las hormonas animales se producen en tejidos específicos (por ejemplo en la glándula pituitaria, en el páncreas etc…), son transportadas por el torrente sanguíneo y actúan en tejidos distantes. Sin embargo, la mayoría de las células vegetales son capaces de producir hormonas, sus mecanismos de transporte son diversos y pueden afectar a cortas y a largas distancias, es decir, en el mismo lugar de producción o en células más distantes.

También existen similitudes en la función de las hormonas en animales y en vegetales: son activas a bajas concentraciones y funcionan como señales químicas, por lo que el término de hormona también se acepta para describir a este tipo de moléculas en plantas. Sin embargo, y para evitar confusiones con animales, se introdujo el término de fitohormona para referirnos a estas sustancias en plantas.

Inicialmente se describieron 5 grandes grupos de hormonas vegetales clásicas entre principios y mitad del siglo XX:

Auxinas, fueron el primer grupo de hormonas vegetales descubiertas. La primera auxina natural descrita fue el ácido indolil-3-acético (aislado en 1926, F. Went).

Giberelinas, fueron el segundo grupo de hormonas vegetales descritas (1926, E. Kurosawa).

Citoquininas. Descritas entre los años 1940-1950 por F. Skoog. La primera citoquinina natural descubierta fue la zeatina.

Etileno (la hormona gaseosa). En 1901 Dimitri Neljubov identificó al etileno producido por la hulla de la calefacción como responsable de la llamada triple respuesta del guisante.

Ácido Abcísico (ABA), descrito en la década de 1950 por T. Bennett-Clark y N. Kefford.

 

Posteriormente, se han descrito otros compuestos que cumplen con el criterio de hormonas vegetales: brasinoesteróides, ácido jasmónico, ácido salicílico y estrigolactonas. Además, se han descrito otros compuestos que también tienen función de señalización en el desarrollo vegetal y en respuestas a estreses, incluyendo péptidos, poliaminas, especies reactivas del oxígeno (ROS) y óxido nítrico.

 

Referencias

Taiz y Zieger (2006) Fisiología Vegetal, tercera Edición. Servicio de Publicaciones de la Universidad Jaime I, Castellón (España).

Williams, M.E. (June 16, 2011). Introduction to Phytohormones. Teaching Tools in Plant Biology: Lecture Notes. The Plant Cell (online), doi/10.1105/tpc.110.tt0310.

 

FUNCION DEL ASCORBATO EN LA PROTECCIÓN DE LA FOTOSÍNTESIS: (II) Los carotenoides y el ciclo de las Xantofilas

José A. Hernández Cortés y Pedro Diaz Vivancos (Grupo de Biotecnología de Frutales, CEBAS-CSIC, Murcia)

 Los carotenoides, además de servir como pigmentos accesorios, cumplen una función esencial en la fotoprotección de la maquinaria fotosintética. Los mecanismos de fotoprotección actúan como válvulas de seguridad, eliminando o liberando el exceso de energía antes de que pueda dañar a la planta.

Cuando la energía almacenada en las moléculas de clorofila en estado excitado se disipa rápidamente (mediante transferencia de excitación o fotoquímica) se dice que ese estado excitado está capturado (en inglés “quenched”) (Fig. 1). En castellano, el vocablo quenched significa apagado, aplacado, sofocado, calmado, extinguido, mitigado….. Si el estado de excitación de las clorofilas no es extinguido mediante transferencia fotoquímica (a través de la cadena de electrones) puede reaccionar con el O₂ y formar un estado excitado de esta molécula denominado oxígeno singlete (¹O₂) (Fig. 1). Esta forma activada del O₂ puede reaccionar con cualquier componente celular, especialmente con los lípidos de las membranas celulares (Taiz y Zeiger 2010).

Los carotenoides ejercen su acción fotoprotectora mediante la captura del estado excitado de las clorofilas. El estado excitado de los carotenoides no tiene suficiente energía como para transferirla al O₂ (por lo tanto no se forma ¹O₂), de modo que este estado excitado de los carotenoides decae hasta su estado fundamental perdiendo la energía en forma de calor (Fig. 1).

Fig. 1.- A: Condiciones donde toda la energía absorbida por la clorofila (Chl) es usada para la fotosíntesis. B: Condiciones de estrés lumínico donde sólo una parte de la energía absorbida por la Chl es usada para hacer fotosíntesis. En este último caso, para te la energía de excitación puede ser transferida al O₂ para formar oxígeno singlete (¹O₂). El exceso de energía puede ser disipado de una forma segura en procesos fotoprotectivos en presencia de Zeatina (Z) a pH ácido en el interior de las membranas de los tilacoides con el fin de prevenir la formación de ¹O₂ . En este caso, la energía de la Chl excitada se puede usar para procesos fotoquímicos o bien se puede perder de forma segura en forma de calor. Modificado a partir de Demming-Adams y Adams (1996).

 

Se denomina quenching no fotoquímico (NPQ) a la captura de la fluorescencia de las clorofilas por procesos diferentes a los fotoquímicos. Gracias a los procesos de NPQ, una fracción importante de la energía de excitación de los sistemas antena causado por un estrés lumínico es capturado (quenched) y convertido en calor (Baker 2008). En este sentido, el NPQ está implicado en los mecanismos de protección de la maquinaria fotosintética cuando se produce una sobreexcitación, protegiendo de los posibles daños derivados. Los mecanismos moleculares del NPQ no están del todo dilucidados y se sugiere que hay varios procesos de quenching. El pH del lumen tilacoidal y el estado de agregación de los complejos antena son factores importantes. Además, se sabe que tres carotenoides, denominados xantofilas, están implicados en este mecanismo de NPQ: La violaxantina (V), la anteroxantina (A) y la zeaxantina (Z) (Taiz y Zeiger 2010).

En condiciones de alta iluminación (o debido a otro tipo de estrés que cause una limitación en la fijación de CO₂ como la sequía o salinidad), la V es convertida a Z, pasando por el intermedio A, por acción de la enzima Violaxantina de-epoxidasa (VDE) en una reacción dependiente de ascorbato (ASC). A este conjunto de reacciones se le conoce como Ciclo de las Xantofilas (Fig. 2), implicado en la disipación del exceso de energía luminosa en forma de calor en las hojas.

Cuando el estrés desaparece o se reduce, el proceso se revierte (paso de Z a A). En este proceso se consume NADPH, generando NADP⁺, el aceptor final de electrones de la cadena de transporte. Por lo tanto, volvemos a encontrarnos con el ASC mediando una función protectora de la maquinaria fotosintética.

La unión de los protones y de la Z a las proteínas de las antenas colectoras de luz en los tilacoides, causan cambios conformacionales que conducen a la captura de energía y a la disipación en forma de calor (Demming-Adam y Adams 1992).

 

La deficiencia de ASC limita el ciclo de las Xantofilas

Como hemos comentado anteriormente, en respuesta a una alta intensidad luminosa (y a otros estreses, que pueden ir combinados), las plantas ponen en marcha mecanismos que les permiten disipar el exceso de luz absorbida en forma de calor. Uno de estos mecanismos es el NPQ, que requiere de la conversión de V a Z, por acción de la enzima VDE. Esta enzima se localiza en el lumen de los tilacoides, se activa a pH ácido (aprox 6.5, con una actividad máxima a pH 5) y necesita ASC como poder reductor (donador de electrones). Para comprobar la importancia fisiológica del ASC para el proceso de NPQ se han realizado experimentos empleando mutantes de Arabidopsis que contienen bajos niveles de ASC, como el mutante vtc, que contiene un 25% de los niveles de ASC que contienen las plantas silvestres. Cuando las plantas se crecen en presencia de una alta intensidad luminosa (1500 µmoles fotones m^-2 s^-1) los mutantes presentaron valores más bajos de NPQ, pero valores similares de ETR (tasa de transporte electrónico). Este menor NPQ era paralelo a una menor tasa de conversión de A a Z medido en tilacoides aislados. Cuando se aplicaba ASC a las hojas o a preparaciones de tilacoides se rescataba el fenotipo mutante, ya que se conseguía un aumento en NPQ y en los niveles de Z estableciéndose una unión clara entre ASC, Z y NPQ (Müller-Moulé et al., 2002).

Fig 2. Ciclo de las Xantofilas. Conversión de violaxantina (V) en zeaxantina (Z) en condiciones de estrés lumínico (o por efecto de otro tipo de estrés) en una reacción dependiente de ASC. Cuando el estrés cesa, el paso de Z a V requiere NADPH generando NADP⁺, el aceptor final de la cadena de transporte de electrones.

 

La susceptibilidad a estrés oxidativo mostrado por los mutantes deficientes en ASC se puede explicar no sólo por su reducida capacidad antioxidante sino también por presentar un ciclo de las xantofilas menos activo, reflejado por reducidos niveles de NPQ.

La relación ASC-NPQ también se ha demostrado empleando mutantes que sobreproducen ASC (mutante miox4), que presentan altos valores de NPQ (Tòth et al., 2011). Por otro lado, se ha demostrado también una función importante de la enzima deshidroascorbato reductasa (DHAR, enzima que recicla el ASC) en el proceso de NPQ, ya que la supresión de la expresión de esta enzima daba lugar a bajos valores de NPQ y a un aumento de los contenidos de especies reactivas del oxígeno (ROS) con tratamientos de estrés lumínico (Chen y Gallie 2008).

 

Conclusiones

El ciclo de las Xantofilas constituye un mecanismo de defensa para proteger la fotosíntesis (y por tanto al cloroplasto) que permite la eliminación de forma segura del exceso de energía en forma de calor. La acción de este ciclo previene la formación de ¹O₂ evitando daños oxidativos. Como podemos comprobar, de nuevo el ASC es una pieza importante en el mecanismo de acción de este ciclo, ya que en su ausencia se produce un descenso en los procesos de quenching no fotoquímico (NPQ).

Referencias

• Baker NR (2008) Annu. Rev. Plant Biol. 59: 89-113.
• Chen y Gallie (2008) J. Biol. Chem. 283: 21347-21361.
• Demming-Adam and Adams (1992) Annu. Rev. Plant Physiol Plant Mol. Biol. 43: 599-626.
• Demming-Adam and Adams (1996) Trend in Plant Sci 1: 21-26
• Müller-Moulé et al (2002) Plant Physiol 128: 970-977
• Taiz y Zieger (2010) Plant Physiology, fifth edition. Sinauer Associates, Inc. Sunderland, MA, USA. ISBN 978-0-87893-866-7.
• Tôth et al (2013) Physiol Plant 148: 161-175.

FUNCION DEL ASCORBATO EN LA PROTECCIÓN DE LA FOTOSÍNTESIS: (I) La reacción de Mehler y el ciclo agua-agua

José A. Hernández Cortés y Pedro Díaz Vivancos (Grupo de Biotecnología de Frutales, CEBAS-CSIC)

El ascorbato (ASC, también llamado Vitamina C) es una molécula multifuncional en las plantas. La mayoría de las funciones biológicas del ASC derivan de su capacidad para actuar como un agente reductor (es decir, que cede electrones a otras moléculas). Esta capacidad hace del ASC una molécula antioxidante muy eficaz.

Además de su papel como antioxidante, el ASC puede participar en otras funciones, como en el desarrollo celular, en la síntesis de la pared celular, modula la síntesis de algunas fitohormonas (ácido abcísico, giberelinas, etileno, ácido salicílico), participa en el control del movimiento de los estomas (https://cienciacebas.wordpress.com/2013/12/12/regulacion-del-cierre-estomatico-una-funcion-representada-por-varios-actores/), interviene en la acumulación de antocianos durante la aclimatación a alta intensidad luminosa, etc…

Sin embargo, en esta entrada vamos a centrarnos en la función(es) del ASC en el cloroplasto como un protector de la maquinaria fotosintética.

Función antioxidante del ASC en el estroma del cloroplasto

El ASC, junto con el glutatión (https://cienciacebas.wordpress.com/2013/04/03/glutation-una-molecula-para-todo/), participa en la eliminación de especies reactivas del oxígeno (ROS) en el denominado ciclo agua-agua (Asada 1999). Este ciclo comienza con la denominada reacción de Mehler. La reducción del oxígeno molecular (O₂) hasta superóxido y H₂O₂ por los electrones de la cadena de transporte electrónico fotosintético en el PSI se denomina “Reacción de Mehler” (Mehler 1951).

Fig. 1. Reacción de Mehler. PS, fotosistema; SOD, superóxido dismutasa.

Años más tarde, el profesor Kozy Asada describió el denominado ciclo agua-agua, esto es la fotorreducción del O₂ hasta agua en el PSI empleando los electrones procedentes de la fotólisis del agua en el PSII (Asada, 1999, 2006). Este ciclo incluye la reacción de Mehler, es decir, comienza con la fotólisis de la molécula de agua en el PSII, la fotorreducción del O₂ para producir radicales superóxido (O₂^.- ) en el PSI y la dismutación del O₂^.- hasta H₂O₂ por acción de la isoenzima Cu,Zn-SOD unida a tilacoides.

El ciclo agua-agua continúa con la reducción del H₂O₂ hasta agua por la acción de la enzima ascorbato peroxidasa (APX). Esta reacción puede ocurrir tanto en el tilacoide como en el estroma, ya que parte del H₂O₂ producido puede difundir al estroma del cloroplasto. En esta reacción, la APX usa el ASC como donador de electrones para reducir el H2O2 hasta agua generando radicales monodeshidroascorbate (MDHA).

A continuación, el MDHA generado tiene que ser reducido para regenerar el ASC. Esta reacción puede ocurrir de dos formas:

Bien puede ocurrir de forma espontánea vía ferredoxina reducida (Fdred) en el PSI,

o bien mediante la reacción de la enzima monodeshidroascorbato reductasa (MDHAR) en el estroma del cloroplasto:

Además, el MDHA puede desproporcionar directamente para producir ASC y deshidroascorbato (DHA), que puede difundir al estroma, donde es reducido hasta ASC por acción de la enzima deshidroascorbato reductasa (DHAR), en una reacción dependiente de GSH (glutatión reducido) generando glutatión oxidado (GSSG). A continuación el GSH es regenerado a partir de GSSG por acción de la enzima glutatión reductasa (GR) que emplea NADPH como poder reductor:

Como podemos ver en estas reacciones, el ciclo agua-agua proporciona aceptores electrónicos para el PSI, es decir, Fdox y NADP⁺.

Fig. 2 Esquema del Ciclo Agua-agua (desarrollado a partir del ciclo agua-agua descrito por Asada (1999).

En el esquema del ciclo agua-agua (flechas azul marino) podemos observar que la mitad de los electrones derivados de la fotólisis del agua en el PSII son utilizados para la reducción del O₂ hasta O₂^.-, mientras que la otra mitad se emplean para regenerar las moléculas reductoras (el ASC) que se emplean para reducir el H₂O₂ hasta agua.

Funciones de la Reacción de Mehler y del ciclo agua-agua

La generación de ROS en el cloroplasto está influida por factores fisiológicos y ambientales, de modo que esta tasa aumenta cuando el flujo de intensidad luminosa está en exceso del requerido para la fijación de CO₂ (Asada 1999, 2006). La fotoproducción y eliminación de ROS no sólo protege al cloroplasto de los efectos dañinos de dichos ROS sino que también actúa como una válvula de escape para el exceso de fotones. En este sentido el ciclo agua-agua cumple una serie de funciones de protección:

1.- Ajuste de la relación ATP/NADPH

El ciclo agua-agua (incluyendo la reacción de Mehler) proporciona un flujo lineal de electrones favoreciendo la generación de un gradiente de protones a través de la membrana del tilacoide, lo que permite la síntesis de ATP que no es consumido en el ciclo agua-agua (a esta producción de ATP se le denomina fotofosforilación pseudocíclica). Por lo tanto, permite un aumento del ratio ATP/NADPH en el cloroplasto. Una alta relación ATP/NADPH favorece la ruta fotorrespiratoria, por lo que podemos decir que el ciclo agua-agua aporta ATP adicional para la fotorrespiración.

2.-Protección frente a las ROS

Si el ciclo no fuese activo, tanto O₂^.- como H₂O₂ difundirían al estroma y oxidarían moléculas diana en el cloroplasto. En presencia de metales de transición (Fe, Cu), liberados de las proteínas, se podría catalizar la generación de radicales hidroxilo (^.OH). La acumulación de H₂O₂ podría inhibir la APX en ausencia de ASC. La fijación de CO₂ se inhibe hasta un 50% en presencia de 10 µM de H₂O₂ (Kaiser 1976). Además, el H₂O₂ es un inhibidor de las enzimas CuZn-SOD, Fructosa 1,6-bifosfatasa; Ribulosa 5 fosfato Kinasa, gliceraldehído-3-P- deshidrogenasa, sedoheptulosa 1,7-bisfosfatasa.

El radical O₂^.- inhibe enzimas que contiene grupos 4Fe-4S (como aconitasa o 6-fosfogluconato dehidratasa), mientras que los radicales ^.OH inhiben las enzimas glutamato sintasa y Rubisco.

3.- Disipación del exceso de fotones en condiciones de estrés

El ciclo agua-agua induce y mantiene la denominada “down-regulation” del PS II (una bajada de la actividad del PSII) mediante la generación de un gradiente de protones. Este gradiente de protones es importante para la formación de zeatina en el lumen de los tilacoides (este mecanismo lo veremos en una siguiente entrada “ciclo de las xantofilas” en el que el ASC tiene también una función importante).

Además, el ciclo puede disipar el exceso de fotones utilizando el O₂ como aceptor de electrones generando H₂O sin producirse la liberación de O₂^.- ni de H₂O₂ incluso si los aceptores electrónicos fisiológicos no están disponibles.

 

CONCLUSIONES

• El ASC tiene un papel fundamental en la eliminación del H2O2 generado en la reacción de Mehler.

• El ciclo Agua-Agua regenera aceptores electrónicos cono la Fdox y NADP⁺. Este último es el aceptor final preferido en la cadena de transporte.

• El ciclo Agua-Agua genera ATP que puede ser utilizado en el Ciclo de Calvin-Benson o en la ruta fotorrespiratoria.

• El ciclo Agua-Agua actúa como una válvula de escape permitiendo disipar el exceso de fotones en condiciones de estrés ambiental.

Referencias

Asada K. (1999) The water-water cycle in chloroplasts: scavenging of active oxygens and dissipation of excess photons. Annu Rev Plant Physiol Plant Mol Biol. 50:601-639.

Asada K. (2006) Production and scavenging of reactive oxygen species in chloroplasts and their functions. Plant Physiol. 141: 391-396.

Kaiser (1976) Biochem Biophys Acta 440: 476-482.

Mehler AH (1951) Studies on reactions of illuminated chloroplasts. I. Mechanism of the reduction of oxygen and other Hill reagents. Arch Biochem Biophys. 33:65-77.