POLIAMINAS Y RESPUESTA A SALINIDAD EN PLÁNTULAS DE VID

José A. Hernández Cortés, Grupo  de Biotecnología de Frutales, CEBAS-CSIC (Murcia-ESPAÑA)

En un trabajo reciente, realizado en cooperación con la Universidad Chouaib Doukkali (Marruecos), hemos estudiado la función de las poliaminas en la adaptación de plántulas in vitro de vid a la salinidad.

La salinidad es uno de los factores de estrés que más limita el crecimiento y el desarrollo de las plantas superiores provocando alteraciones tanto morfológicas, fisiológicas y bioquímicas. La salinidad produce un déficit hídrico así como una toxicidad iónica, dando lugar a un alteración de la homeostasis iónica. Además de los efectos osmótico y tóxico, el estrés salino también se manifiesta como un estrés oxidativo, mediado por especies reactivas del oxígeno (ROS), contribuyendo todos estos factores a los efectos dañinos da la salinidad en las plantas(Hernández et al., 2001; 2003).

Para mitigar y reparar los daños iniciados por las ROS, las plantas han desarrollado un complejo sistema antioxidante de defensa. Los componentes primarios incluye antioxidantes no enzimáticos como los carotenos, la vitamina C (ácido ascórbico), el glutatión o los tocoferoles, mientras que las defensas enzimáticas incluyen las superoxido dismutasas (SOD, EC 1.15.1.1), catalasa (EC 1.11.1.6), glutatión peroxidasa (GPX, EC 1.11.1.9), peroxidasas y las enzimas del ciclo ascorbato-glutatión (ASC-GSH ; Foyer and Halliwell 1976): ascorbato peroxidasa (APX, EC 1.11.1.1), deshidroascorbato reductasa (DHAR, EC 1.8.5.1), monodeshidroascorbato reductasa (MDHAR, EC 1.6.5.4) and glutatión reductasa (GR, EC 1.6.4.2) (Noctor and Foyer 1998).

Las poliaminas (PAS) tienen una función importante en diferentes procesos fisiológicos en las plantas, como morfogénesis, crecimiento,embriogénesis, desarrollo de órganos, senescencia y respuestas a estrés biótico y abiótico (Kusano et al., 2008).

Las principales PAs presentes en plantas son la Putrescina (Put), la espermidina (Spd), y la espermina (Spm) las cuales pueden actuar como secuestradores de ROS en respuesta a diferentes estreses ambientales (Kovacs et al., 2010). Sin embargo, las PAS también pueden aumentar la producción de ROS mediante su catabolismo en el apoplasto por la acción de las enzimas  Cu-amino oxidasa (CuAO) y la Poliamina oxidasa (PAO) (Smith, 1985).

En este trabajo hemos estudiado el efecto de la salinidad en presencia y en ausencia del MGBG, un inhibidor de la enzima S-adenosilmetionina decarboxilasa (SAMDC), implicada en la biosíntesis de las PAs, con el fin de investigar los efectos de ambos tratamientos en la fotosíntesis y el metabolismo antioxidativo. Esta investigación puede proporcionar nueva información acerca de la contribución del metabolismo de las PAs en la adaptación a salinidad en plántulas in vitro de vid.

Resultados

El estrés salino afectaba al crecimiento de las plantas in vitro de vid. Los daños en el crecimiento eran mayores por la aplicación de MGBG. Las hojas de plantas sometidas a estrés salino desarrollaron síntomas de clorosis en los márgenes  (Fig. 1).

La salinidad producía una alteración en los parámetros de fluorescencia de clorofilas en las hijas de vid. En este sentido observamos un descenso en los parámetros de quenching fotoquímico [qP y Y(II)] y un aumento en los parámetros de quenching no fotoquímico (qN y NPQ) (Fig 2). El inhibidor MGBG provovó un descenso en los valores de NPQ, qP e Y(II) (Fig. 2). No observamos cambios en el parámetro Fv/Fm (eficiencia del PSII) por efecto del NaCl y/o MGBG cuando la medida se realizó en la parte central de la hoja. Sin embargo, en las zonas de clorosis (márgenes de la hoja) el efecto de los tratamientos era más evidente (Fig. 2).

El tratamiento con NaCl  en ausencia y en presencia de MGBG inducía un estrés oxidativo, tal y como mostraba el incremento en los niveles de peroxidación de lípidos, indicativo de daños a membrana (Fig. 3). Este efecto era paralelo a una acumulación de ROS (H₂O₂ and O₂^.-) detectado mediante tinción histoquímica con DAB o NBT (Figs. 4 y 5).

 

La salinidad afectaba a los contenidos de PA en plántulas de vid, especialmente las formas libres y conjugadas de la agmatina (Agm) y Putrescina (Put).  El MGBG inducía también un pequeño aumento en los contenidos de Agm, mientras que Put, Spd y Spm no presentaron cambios significativos (Fig. 6). El efecto de la salinidad sobre Agm y Put se intensificó en presencia de MGBG, sobre todo sus formas libres. Los niveles de Spd no se afectaron por MGBG, mientras que la forma conjugada de la Spm disminuía un 27% en las mismas condiciones (Fig. 6).

La salinidad inducía un descenso en la actividad APX pero aumentó las enzimas SOD y POX (Fig. 7). La incubación con MGBG no tenía efectos sobre la APX pero aumentó las enzimas MDHAR, SOD y POX. Una situación similar se observó con los dos tratamientos simultáneos (Fig. 7).

Con respecto a los antioxidantes no enzimáticos, la salinidad reducía los contenidos de ascorbato reducido (ASC) mientras que la forma oxidada (DHA) se acumulaba, provocando un fuerte descenso del estado redox del ascorbato (Tabla 1). El MGBG no afectaba a los contenidos de ASC, mientras que el tratamiento simultáneo NaCl-MGBG también reducía los niveles de ASC. De forma curiosa, el tratamiento con MGBG, con o sin NaCl, no provocó acumulación de DHA.

La salinidad también reducía los niveles de glutatión reducido (GSH) tanto en ausencia como en presencia de MGBG (Tabla 1). El tratamiento con MGBG no afectó a los niveles de GSH. No observamos cambios en los niveles de la forma oxidada del glutatión (GSSG), pero debido al efecto negativo de la salinidad sobre el GSH, se producía un descenso en el estado redox del glutatión (Tabla 1).

Los resultados mostraron que el MGBG contribuye al efecto deletéreo de la salinidad en plántulas de vid, afectando a diferentes procesos fisiológicos y bioquímicos, incluyendo el crecimiento, niveles de PAs, fotosíntesis y estado redox celular, lo que resalta el efecto protector de las PAs en plantas sometidas a estrés salino.    Los datos sugieren que el mantenimiento de la biosíntesis de PAs, mediante la actividad SAMDC puede contribuir a una mayor capacidad para secuestrar ROS y proteger al aparato fotosintético de los daños oxidativos.

Referencias

Foyer CH, Halliwell B (1976) Presence of glutathione and glutathione reductase in chloroplasts: a proposed role in ascorbic acid metabolism. Planta 133: 21-25.

Hernández JA, Ferrer MA, Jiménez A, Ros-Barceló A, Sevilla F. (2001) Antioxidant systems and O₂^.-/H₂O₂ production in the apoplast of Pisum sativum L. leaves: its relation with NaCl-induced necrotic lesions in minor veins. Plant Physiol 127:817-831.

Hernández JA, Aguilar A, Portillo B, López-Gómez E, Mataix Beneyto J, García-Legaz MF. (2003) The effect of calcium on the antioxidant enzymes from salt-treated loquat and anger plants. Funct Plant Biol 30:1127-1137.

Kovacs Z, Simon-Sarkadi L, Szücs A, Kocsy G. (2010) Different effects of cold, osmotic stress and abscisic acid on polyamine accumulation in wheat. Amino Acids 38: 623–631.

Noctor G, Foyer CH. (1998) Ascorbate and glutathione: keeping active oxygen under control. Ann Rev Plant Physiol Plant Mol Biol 49: 249-279.

Smith TA.  (1985) The di- and poly-amine oxidases of higher plants. Biochem Soc Trans 13:319-322.

PARA MAS INFORMACIÓN:

Ikbal FE, Hernández JA, Barba-Espín G, Koussa T, Aziz A, Faize M, Diaz-Vivancos P. (2014) Enhanced salt-induced antioxidative responses involve a contribution of polyamine biosynthesis in grapevine plants. J Plant Physiol. 2014, 171:779-88. doi: 10.1016/j.jplph.2014.02.006.